Que sont les acariens Eriophyid: Conseils pour le contrôle des acariens Eriophyid sur les plantes

Que sont les acariens Eriophyid: Conseils pour le contrôle des acariens Eriophyid sur les plantes

Par: Susan Patterson, maître jardinière

Ainsi, votre plante autrefois belle est maintenant couverte de galles disgracieuses. Peut-être que vos boutons floraux souffrent de déformations. Alors, quels sont les acariens ériophyidés? Continuez à lire pour en savoir plus sur les acariens ériophyidés sur les plantes et leur contrôle.

Que sont les acariens Eriophyid?

Les ériophyides sont l'un des plus petits de tous les acariens qui se nourrissent de plantes, mesurant moins de 1 / 100e de pouce de longueur. Étant donné que l'acarien est incroyablement petit, il est très difficile d'identifier ces insectes translucides. Cependant, la plupart des identifications sont basées sur la plante hôte et la nature des lésions tissulaires de la plante.

Il existe plus de 300 ériophyides connus, dont quelques-uns seulement sont considérés comme des ravageurs graves. Ces acariens sont différents des tétranyques en ce qu'ils sont très particuliers sur les plantes hôtes qu'ils choisissent.

Les acariens Eriophyid sont connus sous de nombreux noms, y compris les acariens vésiculeux, les acariens biliaires, les acariens des bourgeons et les acariens de la rouille selon le type de dommages qu'ils causent. Les acariens femelles passent l'hiver dans les fissures de l'écorce des arbres, dans les bourgeons de feuilles ou dans la litière de feuilles. Ils sont capables de supporter des conditions météorologiques extrêmes et de commencer à se nourrir avec l'arrivée du printemps. Ils peuvent pondre environ 80 œufs sur un mois, ce qui produit des acariens mâles et femelles.

Après l'éclosion des acariens, ils passent par deux stades de développement. La maturité peut prendre jusqu'à deux semaines. Les mâles ne fécondent pas les femelles mais laissent des sacs à la surface des feuilles que les femelles marchent, ce qui entraîne la fécondation.

Dégâts d'acariens Eriophyid

Les acariens des bourgeons endommagent les bourgeons en croissance de plantes et de fruits particuliers. Les acariens biliaires provoquent un développement incorrect des tissus des poils de la plante. Ceci est généralement vu sur les feuilles des érables.

Les acariens ériophyidés de type vésiculeux sur les plantes peuvent causer des dommages très similaires aux acariens, cependant, les dommages causés par l'acarien vésiculeux se produisent dans le tissu foliaire interne, par opposition à la surface des feuilles. Les feuilles de poirier et de pommier sont souvent les cibles privilégiées des acariens de la rouille. Bien que les dommages causés par les acariens de la rouille ne soient pas aussi graves que ceux des autres acariens, ils provoquent de la rouille à l'extérieur des feuilles et une défoliation précoce peut se produire.

Contrôle des acariens Eriophyid

La lutte contre les acariens Eriophyid nécessite une observation attentive. Si vous soupçonnez des acariens, recherchez des cloques, du bronzage ou des galles sur les feuilles. Bien que les dommages esthétiques causés par les acariens provoquent le deuil des propriétaires de plantes, la plupart des plantes n'ont aucun problème à tolérer un grand nombre d'acariens. Rarement et seulement en cas d'infestations très graves, il est suggéré d'utiliser des pesticides pour lutter contre les acariens.

En fait, les acariens eriophydid sont un repas parfait d'acariens prédateurs, qui aident à contrôler les épidémies d'acariens nuisibles. La pulvérisation d'insecticides à large spectre ne tue que ces acariens prédateurs nécessaires. Par conséquent, tolérer une certaine défiguration et des boutons sur les feuilles des plantes est, en fait, une excellente pratique de lutte antiparasitaire.

Si vous le souhaitez, vous pouvez élaguer les parties endommagées de la plante et utiliser une huile dormante pour tuer les acariens femelles qui hivernent.

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Matériels et méthodes

Pour analyser les effets curatifs et préventifs de différents acaricides pour contrôler les dommages causés par les acariens de l'aloès, trois essais ont été mis en place au Centre de recherche horticole appliquée (CfAHR) situé à Vista, Californie (33 ° 11′8,2 ″ N, 118 ° 49′16,66 ″ W). Les caractéristiques des acaricides utilisés dans ces essais sont décrites dans le tableau 1.

Caractéristiques des acaricides testés contre A. aloinis

Classification du mode d'action du Comité d'action sur la résistance aux insecticides (IRAC 2012).

Étiqueté pour une utilisation contre les acariens ériophyidés dans la production de plantes ornementales.

Caractéristiques des acaricides testés contre A. aloinis

Classification du mode d'action du Comité d'action sur la résistance aux insecticides (IRAC 2012).

Étiqueté pour une utilisation contre les acariens ériophyidés dans la production de plantes ornementales.

Contrôle curatif de A. aloinis Sans élimination des tissus végétaux infectés.

L'efficacité de neuf acaricides contre A. aloinis a été évalué sur des plantes de Aloe reitziiae Variété Reynolds reitziiae endommagé par les acariens d'aloès. Soixante-dix plantes infestées ont été obtenues d'un producteur ayant coopéré et transportées à la CfAHR. Ils poussaient dans des contenants en plastique de 16,1 cm (2,37 litres) (Pöppelmann Plastics USA LLC, Claremont, NC) remplis de substrat sans sol (Sunshine Mix # 4, Sun Gro Horticulture, Bellevue, WA) et ont été divisés en groupes de sept plantes. . Avant l'application du traitement, deux plantes par groupe ont été échantillonnées de manière destructive pour confirmer la présence de plantes vivantes A. aloinis ( Tableau 2). Les cinq plantes répliquées restantes par groupe ont reçu une seule application de chaque traitement acaricide (57 ml par plante) à l'aide d'un pulvérisateur à pompe portable de 5,7 litres (Solo Newport News, VA). Les témoins non traités n'ont reçu que de l'eau. Après l'application du traitement, les plantes ont été distribuées au hasard dans une pépinière extérieure et ont été arrosées au besoin. Aucun engrais supplémentaire n'était nécessaire. L'écart moyen et standard pour la température quotidienne, l'humidité relative (HR) et les précipitations totales entre le 11 novembre 2009 et le 4 janvier 2010 était de 12,1 ± 0,3 ° C, 62,4 ± 9,3% et 2,03 mm, respectivement.

Moyenne (± SE) de la zone endommagée, cote de gravité des dommages, nombre d'acariens vivants et nombre d'œufs de A. aloinis sur les plantes de A. reitziiae avant le traitement et 54 DAT avec de l'eau (témoin) ou avec neuf acaricides sélectionnés

Dans chaque colonne, les moyennes suivies des mêmes lettres ne sont pas significativement différentes à P

Données avant traitement basées sur un échantillonnage destructif de deux plantes par groupe.

54 Données DAT basées sur l'échantillonnage destructif de cinq usines par traitement.

La zone (A) avec des dommages visibles aux acariens d'aloès a été calculée en mesurant la longueur (L) et la largeur (W) au point le plus large de toutes les lésions présentes dans chaque plante en utilisant la formule: Superficie (cm 2) = L × W.

Échelle de gravité des dommages: «1», aucun dommage «2», plantes présentant de petites stries de décoloration dans une zone de 2 à 10 cm 2 «3», déformation évidente sans galles et une zone de 10 à 50 cm 2 de décoloration «4», zone de décoloration de 50 à 100 cm 2 et déformation sévère avec galles «5», dommages graves et présence de> 100 cm 2 de la plante décolorée, déformée en croissance de type cancéreux, ou les deux .

Moyenne (± SE) de la zone endommagée, cote de gravité des dommages, nombre d'acariens vivants et nombre d'œufs de A. aloinis sur les plantes de A. reitziiae avant le traitement et 54 DAT avec de l'eau (témoin) ou avec neuf acaricides sélectionnés

Dans chaque colonne, les moyennes suivies des mêmes lettres ne sont pas significativement différentes à P

Données avant traitement basées sur un échantillonnage destructif de deux plantes par groupe.

54 Données DAT basées sur un échantillonnage destructif de cinq usines par traitement.

La zone (A) avec des dommages visibles aux acariens d'aloès a été calculée en mesurant la longueur (L) et la largeur (W) au point le plus large de toutes les lésions présentes dans chaque plante en utilisant la formule: Superficie (cm 2) = L × W.

Échelle de gravité des dommages: «1», aucun dommage «2», plantes présentant de petites stries de décoloration dans une zone de 2 à 10 cm 2 «3», déformation évidente sans galles et une zone de 10 à 50 cm 2 de décoloration «4», zone de décoloration de 50 à 100 cm 2 et déformation sévère avec galles «5», dommages graves et présence de> 100 cm 2 de la plante décolorée, déformée en croissance de type cancéreux, ou les deux .

Pour mieux décrire les dommages causés par A. aloinis sur les plantes expérimentales, une cote de gravité des dommages a été établie sur une échelle de 1 à 5. Une cote de gravité des dommages de «1» indique qu'aucun dommage «2» n'a été désigné si les plantes ne contenaient que de petites stries de décoloration dans une zone de 2 à 10 cm 2, suggérant la présence d'acariens d'aloès «3» indiquait une déformation évidente sans preuve de galles et une zone de décoloration de 10 à 50 cm 2, une cote de «4» a été attribuée lorsqu'une zone de décoloration de 50 à 100 cm 2 a été trouvée, en plus d'une déformation sévère avec présence de galles et " 5 ”indiquaient de graves dommages et la présence de> 100 cm 2 de la plante décolorée, déformée par une croissance de type cancéreux, ou les deux. Dans la production ornementale, une cote de 2 ou plus signifierait que la plante serait détruite et jetée.

Cinquante-quatre jours après l'application du traitement, toutes les plantes ont été échantillonnées de manière destructive pour déterminer la gravité des dommages, la zone endommagée et le nombre d'acariens et d'œufs. La zone (A) avec des dommages visibles aux acariens d'aloès a été calculée en mesurant la longueur (L) et la largeur (W) au point le plus large de toutes les lésions présentes dans chaque plante en utilisant la formule: A (cm 2) = L × W.

Pour prélever des échantillons d'acariens et d'œufs d'acariens, les plantes ont été décapitées et la rosette entière a été transportée au laboratoire. Les feuilles ont été séparées avec soin pour récupérer les feuilles pleines avec les gaines correspondantes attachées et ont été examinées sous un stéréomicroscope (Stereozoom 4, Bausch & Lomb, Rochester, NY). Toutes les feuilles ont été examinées jusqu'à ce qu'une feuille avec des acariens soit identifiée. Le nombre d'acariens et d'œufs d'acariens a été dénombré dans une zone de 17,7 mm 2 marquée par un foreur du liège sur une feuille par plante.

Contrôle curatif de A. aloinis Avec élimination des tissus végétaux infectés.

L'efficacité de sept acaricides contre A. aloinis a été évalué sur des plantes de Aloès «Goliath» avec des dommages visibles récemment causés par les acariens d'aloès qui poussaient dans des pots de 7,57 litres. Les plantes d'aloès ont été divisées en groupes de sept plantes par traitement. Avant l'application du traitement, les feuilles endommagées ont été enlevées avec soin, en arrachant la feuille entière et en découpant autant que possible la gaine. Le nombre moyen de feuilles par plante variait de 8,1 ± 0,3 à 11,7 ± 4,8, et le nombre de feuilles endommagées enlevées au scalpel par plante variait de 3,9 ± 0,3 à 7,3 ± 2,7. Toutes les feuilles endommagées ont été ramenées au laboratoire et observées au stéréomicroscope pour vérifier la présence de A. aloinis.

Des acaricides ont été appliqués à chaque groupe de sept plants répliqués le 12 janvier 2012 (80 ml par plant). L'abamectine, le fenazaquin, le fenpyroximate et le spirotétramate ont été appliqués avec un surfactant (0,7 ml litre -1 de CapSil [Aquatrols, Paulsboro, NJ]). Le carbaryl, le spiromesifène et le savon insecticide ont été appliqués sans tensioactif. Il y avait deux groupes de témoins non traités qui n'ont reçu que de l'eau ou un surfactant.

Après la préparation et l'application du traitement, toutes les plantes ont été distribuées au hasard dans une serre climatisée réglée à une température jour-nuit de 23,89 à 18,3 ° C et ont été arrosées au besoin pendant la durée de l'expérience. Aucun engrais supplémentaire n'était nécessaire.

Les plantes ont été contrôlées pour les symptômes de dommages une fois par semaine et le nombre de jours qu'il a fallu pour observer les dommages a été enregistré. Lorsque des dommages étaient présents, une feuille présentant des symptômes de dommages a été prise pour déterminer le nombre d'acariens à l'aide d'un stéréomicroscope.

Six mois après le traitement, l'indice de croissance [IG = (H + (D1 + D2) / 2) / 2] de toutes les plantes a été calculé en fonction de la hauteur (H), prise de la surface du substrat à la feuille la plus haute, et le diamètre (D) pris dans deux directions au point le plus large (D1) et perpendiculaire au point le plus large (D2).

La gravité des dommages a été évaluée sur une échelle de 1 à 5 et la superficie endommagée par plante a été mesurée comme indiqué ci-dessus. En cas de dommage, toutes les feuilles de chaque plante ont été inspectées jusqu'à ce que les acariens soient trouvés et tous les acariens de cette feuille ont été comptés. S'il n'y avait aucun signe de dommage, seules deux feuilles de la partie centrale de la rosette ont été prélevées pour confirmer l'absence d'acariens. Le nombre total de feuilles par plante a également été compté à la fin de l'essai, et à partir du total, nous avons déterminé le nombre de nouvelles feuilles produites pendant la durée de l'essai.

Contrôle préventif de A. aloinis.

L'efficacité de six acaricides avec et sans surfactant pour prévenir les dommages causés par les acariens d'aloès a été évaluée dans Aloe spinosissima A. Berger. Des boutures saines de cette plante ont été enracinées dans des conteneurs de 6,25 cm de diamètre remplis de mélange Sunshine # 4 (Sun Gro Horticulture, Bellevue, WA). Ils ont été fécondés une fois par mois avec 150 mg / litre de Peters Excel 15% N 5% P2O2 15% K2O Cal-Mag Special (Everris, North Charleston, SC), et conservé dans une serre à température contrôlée (18,3–23,8 ° C nuit-jour). Une fois les racines développées, toutes les plantes ont été transférées dans une zone extérieure et ont été divisées en groupes de 16 plantes par traitement. Le témoin non inoculé a été conservé dans la serre pour éviter la colonisation par les acariens par le vent.

Des applications de traitement ont été effectuées sur chaque groupe de 16 plantes avec un pulvérisateur à pression manuelle de 5,7 litres (Solo Newport News) le 13 avril 2011, le 22 septembre 2011 et le 9 janvier 2012 (passant de 6,26 ml par plante lors de la première application à 31,25. ml à la troisième application pour une couverture complète). Après l'application du traitement, les plantes d'aloès ont été placées dans des plateaux (porte-pots, Dillen Products, Middlefield, OH) distants de ≈30 cm et organisées selon une conception complètement aléatoire. Ils ont été indirectement inoculés avec A. aloinis en plaçant plusieurs plantes infectées à proximité, sans les toucher, des plantes saines. L'écart moyen et standard de la température quotidienne et de l'HR, entre avril 2011 et mai 2012, était de 16,4 ± 12 ° C et 52,2 ± 28,6%, respectivement.

Toutes les plantes ont été inspectées une fois par semaine pour détecter des signes d'infection par les acariens d'aloès à partir du 9 septembre 2011. Soixante semaines après le traitement, elles ont été emmenées au laboratoire pour déterminer la gravité des dommages, la superficie endommagée et le nombre d'acariens vivants dans une feuille par plante .

L'analyse des données.

Les effets des différents pesticides sur le nombre d'acariens vivants et d'œufs par feuille, la surface de la plante endommagée et la gravité des dommages, le nombre de feuilles par plante et l'indice de croissance, ont été analysés par analyse de la variance (JMP Version 9.0, SAS Institute Inc., Cary , NC). Une transformation logarithmique a été appliquée au besoin pour satisfaire les hypothèses de normalité et d'homogénéité de la variance. Les moyennes ont été comparées en utilisant la différence la moins significative protégée par Fisher (P Tableau 2). Cinquante-quatre jours après l'application du traitement (DAT), les plantes d'aloès traitées avec de la bifenthrine, de l'étoxazole, de la fenpropathrine, de la milbémectine, du spiromesifène et du spirotétramat présentaient un nombre significativement plus faible d'acariens vivants (F= 3,53 df = 9, 20 P= 0,0089) et avec la bifenthrine, le spiromesifène et le spirotétramat avaient un nombre d'œufs significativement plus faible (F= 8,18 df = 9, 20 P Tableau 2).

L'application d'acaricide n'a eu aucun effet sur l'ampleur des dommages causés à la superficie de la plante (P= 0,42) ou la gravité des dommages (P= 0,23). La superficie de la plante endommagée et la gravité des dommages ont augmenté numériquement dans tous les traitements 54 DAT. Aucun traitement n'a maintenu la cote de dommage inférieure à 2,0 et ils ne seraient pas commercialisables.

Contrôle curatif de A. aloinis Avec élimination des tissus végétaux infectés.

Les symptômes de dommages dans certaines des plantes traitées ont commencé entre 75 et 85 DAT. Ceux traités avec du savon insecticide (81 ± 2,9 j), du fenazaquin + surfactant (98,5 ± 10,5 j) et du fenpyroximate + surfactant (85 ± 4,1 j) ont commencé à présenter des symptômes de dommages significativement plus tard (F= 6,97 df = 5, 20 P= 0,0006) que les plantes non traitées (77 ± 1,4 j). Les plantes de tous les traitements, à l'exception de celles traitées avec un surfactant seul, présentaient moins de gravité des dommages (F= 8,30 df = 8, 53 P Tableau 3). Les plantes traitées avec du carbaryl, du spiromesifène et du spirotétramat + tensioactif n'ont pas montré de symptômes de dommage ni de présence d'acariens vivants six MAT. De plus, ils étaient également plus grands (F= 5,08 df = 8, 53 P= 0,0001), avait un indice de croissance supérieur (F= 4,24 df = 8, 53 P= 0,0006, sauf dans les plantes traitées au spiromesifène), et un plus grand nombre de nouvelles feuilles (F= 3,33 df = 8, 53 P= 0,0037) que les témoins non traités. Les plantes traitées avec du savon insecticide présentaient également un très faible nombre d'acariens vivants, la gravité des dommages et un nombre significativement plus élevé de nouvelles feuilles que les témoins, mais la hauteur et l'IG des plantes étaient statistiquement égaux à ceux des témoins (tableau 3).

Gravité moyenne (± SE) des dommages, nombre de A. aloinis, hauteur de la plante, indice de croissance et nombre de nouvelles feuilles produites sur Aloès «Goliath» 6 mois après le traitement avec certains acaricides

Toutes les plantes utilisées dans l'essai étaient infestées d'acariens d'aloès, mais les feuilles infestées ont été enlevées avant les applications d'acaricide.

Les données représentent la moyenne ± SE de sept répétitions par traitement. Dans chaque colonne, les moyennes suivies des mêmes lettres ne sont pas significativement différentes à P ≤ 0,05 tel que déterminé par la différence la moins significative protégée de Fisher.

CapSil (Aquatrols, Paulsboro, NJ) a été ajouté à raison de 0,7 ml litre -1 en tant que tensioactif.

Échelle de gravité des dommages: «1», aucun dommage «2», plantes présentant de petites stries de décoloration dans une zone de 2 à 10 cm 2 «3», déformation évidente sans galles et une zone de 10 à 50 cm 2 de décoloration «4», zone de décoloration de 50 à 100 cm 2 et déformation sévère avec galles «5», dommages graves et présence de> 100 cm 2 de la plante décolorée, déformée en croissance de type cancéreux, ou les deux .

L'indice de croissance (IG) a été calculé sur la base de la hauteur (H), prise de la surface du substrat à la feuille la plus haute, et du diamètre (D), pris dans deux directions, au point le plus large et perpendiculaire au point le plus large , en utilisant la formule: GI = [H + (D1 + D2) / 2] / 2.

Le nombre de nouvelles feuilles est la différence entre le nombre de feuilles laissées sur la plante suite à l'élimination des feuilles infectées au début de l'essai et le nombre total de feuilles à la fin de l'essai.

Gravité moyenne (± SE) des dommages, nombre de A. aloinis, hauteur de la plante, indice de croissance et nombre de nouvelles feuilles produites sur Aloès «Goliath» 6 mois après le traitement avec certains acaricides

Toutes les plantes utilisées dans l'essai étaient infestées d'acariens d'aloès, mais les feuilles infestées ont été enlevées avant les applications d'acaricide.

Les données représentent la moyenne ± SE de sept répétitions par traitement. Dans chaque colonne, les moyennes suivies des mêmes lettres ne sont pas significativement différentes à P ≤ 0,05 tel que déterminé par la différence la moins significative protégée de Fisher.

CapSil (Aquatrols, Paulsboro, NJ) a été ajouté à raison de 0,7 ml litre -1 en tant que tensioactif.

Échelle de gravité des dommages: «1», aucun dommage «2», plantes présentant de petites stries de décoloration dans une zone de 2 à 10 cm 2 «3», déformation évidente sans galles et une zone de 10 à 50 cm 2 de décoloration «4», zone de décoloration de 50 à 100 cm 2 et déformation sévère avec galles «5», dommages graves et présence de> 100 cm 2 de la plante décolorée, déformée en croissance de type cancéreux, ou les deux .

L'indice de croissance (IG) a été calculé sur la base de la hauteur (H), prise de la surface du substrat à la feuille la plus haute, et du diamètre (D), pris dans deux directions, au point le plus large et perpendiculaire au point le plus large , en utilisant la formule: GI = [H + (D1 + D2) / 2] / 2.

Le nombre de nouvelles feuilles est la différence entre le nombre de feuilles laissées sur la plante suite à l'élimination des feuilles infectées au début de l'essai et le nombre total de feuilles à la fin de l'essai.

Contrôle préventif de A. aloinis.

Les plantes témoins non inoculées étaient exemptes de dommages et d'acariens tout au long de l'essai (60 semaines) après trois applications d'acaricides avec et sans surfactant (tableau 4). Toutes les plantes traitées avaient une surface de dommage, une gravité et un nombre d'acariens vivants statistiquement égaux à ceux des témoins non inoculés, à l'exception de ceux traités avec le fenazaquin seul. Toutes les plantes traitées, à l'exception de celles traitées avec le fenazaquin seul, présentaient une zone de dommage plus petite que les plantes témoins inoculées (F= 2,79 df = 15, 240 P= 0,0005). Cependant, seules les plantes traitées avec du fenazaquin + surfactant, du fenpyroximate avec et sans surfactant et du spirotétramat + surfactant présentaient des zones endommagées plus petites que les plantes inoculées et traitées avec un surfactant. Toutes les plantes traitées, à l'exception de celles traitées avec du chlorfénapyr, du fenazaquine et du spirotétramate, avaient moins de gravité que les plantes témoins inoculéesF= 2,29 df = 15, 240 P= 0,0046). Cependant, seules les plantes traitées avec fenazaquin + surfactant présentaient moins de gravité des dommages que les plantes inoculées et traitées avec un surfactant. Toutes les plantes traitées dans cet essai ont atteint une cote de gravité inférieure à 2,0 et seraient commercialisables. Quoi qu'il en soit, toutes les plantes traitées, à l'exception de celles traitées au chlorfénapyr ou au fenazaquin, avaient moins d'acariens vivants que les plantes témoins inoculées (F= 3,26 df = 15, 240 P Tableau 4).

Surface endommagée moyenne (± SE), cote de gravité des dommages et nombre d'acariens vivants de A. aloinis sur les plantes de Aloe spinosissima 60 semaines après le traitement avec certains acaricides

Les usines ont reçu trois demandes pendant la durée de l'essai ≈ 100 jours d'intervalle.

Les données représentent la moyenne ± écart-type de 16 répétitions par traitement. Dans chaque colonne, les moyennes suivies des mêmes lettres ne sont pas significativement différentes à P ≤ 0,05 tel que déterminé par la différence la moins significative protégée de Fisher.

La zone (A) avec des dommages visibles aux acariens d'aloès a été calculée en mesurant la longueur (L) et la largeur (W) au point le plus large de toutes les lésions présentes dans chaque plante en utilisant la formule: Superficie (cm 2) = L × W.

Échelle de gravité des dommages: «1», aucun dommage «2», plantes présentant de petites stries de décoloration dans une zone de 2 à 10 cm 2 «3», déformation évidente sans galles et une zone de 10 à 50 cm 2 de décoloration «4», zone de décoloration de 50 à 100 cm 2 et déformation sévère avec galles «5», dommages graves et présence de> 100 cm 2 de la plante décolorée, déformée en croissance de type cancéreux, ou les deux .

CapSil (Aquatrols, Paulsboro, NJ) a été ajouté à raison de 0,7 ml litre -1 en tant que tensioactif.

Surface endommagée moyenne (± SE), cote de gravité des dommages et nombre d'acariens vivants de A. aloinis sur les plantes de Aloe spinosissima 60 semaines après le traitement avec certains acaricides

Les usines ont reçu trois demandes pendant la durée de l'essai ≈ 100 jours d'intervalle.

Les données représentent la moyenne ± SE de 16 répétitions par traitement. Dans chaque colonne, les moyennes suivies des mêmes lettres ne sont pas significativement différentes à P ≤ 0,05 tel que déterminé par la différence la moins significative protégée de Fisher.

La zone (A) avec des dommages visibles aux acariens d'aloès a été calculée en mesurant la longueur (L) et la largeur (W) au point le plus large de toutes les lésions présentes dans chaque plante en utilisant la formule: Superficie (cm 2) = L × W.

Échelle de gravité des dommages: «1», aucun dommage «2», plantes présentant de petites stries de décoloration dans une zone de 2 à 10 cm 2 «3», déformation évidente sans galles et une zone de 10 à 50 cm 2 de décoloration «4», zone de décoloration de 50 à 100 cm 2 et déformation sévère avec galles «5», dommages graves et présence de> 100 cm 2 de la plante décolorée, déformée en croissance de type cancéreux, ou les deux .

CapSil (Aquatrols, Paulsboro, NJ) a été ajouté à raison de 0,7 ml litre -1 en tant que tensioactif.

Il y avait une corrélation positive entre le nombre d'acariens et la zone endommagée (r 2 =0.75 P Fig. 1).

Relation entre le nombre d'acariens d'aloès par plante et la superficie de la plante endommagée à l'aide des données générées à partir de 16 répétitions de contrôles traités à l'eau dans l'essai préventif.

Relation entre le nombre d'acariens d'aloès par plante et la superficie de la plante endommagée à l'aide des données générées à partir de 16 répétitions de contrôles traités à l'eau dans l'essai préventif.


La gestion

Contrôle culturel

Gérez culturellement ces acariens avec les méthodes suivantes:

  • N'utilisez que des gousses de graines propres lors de la plantation d'ail.
  • Évitez de planter des cultures successives d'oignon ou d'ail et faites une rotation avec des cultures moins sensibles aux dommages causés par les acariens du bulbe.
  • Évitez de planter l'oignon ou l'ail immédiatement après Brassica espèces, maïs, céréales, sudangrass ou cultures de couverture herbeuse.
  • Envisagez de traiter les gousses d'ail avec de l'eau chaude (130 ° F pendant 10 à 20 minutes) avant la plantation. Noter: bien que cette pratique puisse réduire les infestations d'acariens, elle peut également diminuer la germination.
  • L'irrigation par inondation ou de fortes pluies pendant l'hiver peuvent également réduire le nombre d'acariens dans le sol.
  • Le processus de séchage normal avant le stockage peut détruire les infestations légères à modérées.
  • Dans d'autres États, tremper les graines dans 2% de savon (pas de détergent) et 2% d'huile minérale pendant 24 heures avant la plantation a réussi à réduire les infestations d'acariens, cependant, cette méthode n'a pas été évaluée en Californie.

Acariens acariens

En plus des méthodes culturales énumérées ci-dessus, permettre la décomposition complète de la matière organique en laissant les champs non plantés (jachère) entre la récolte de la culture précédente et le début de la culture suivante. La rotation rapide d'une culture à l'autre favorise la survie des acariens sur les restes de végétation dans le sol de la culture précédente. Les cultures de choux en décomposition, en particulier le chou-fleur, peuvent héberger un très grand nombre d'acariens acariens.

Décisions de suivi et de gestion

Aucune méthode de surveillance ou seuil d'action spécifique n'est disponible. Utilisez un microscope pour examiner des fragments de végétation non décomposée dans le sol ou des oignons ou de l'ail spontanés pour détecter la présence d'acariens. Pour l'acarien du bulbe sec et l'acarien du blé, examinez la surface des gousses d'ail au microscope pour déterminer si ces acariens sont présents. Voir Identification des ravageurs de l'oignon et de l'ail et leurs dommages pour des photos d'acariens et des conseils d'identification.

Les applications de pesticides contre les acariens sont généralement préventives et devraient être envisagées pour les champs riches en matière végétative ou qui ont déjà eu des problèmes d'acariens des bulbes. Cependant, permettre la décomposition complète de la matière organique dans le sol avant la plantation est la clé pour lutter contre ces ravageurs.

Les applications de pesticides ne sont généralement pas nécessaires pour l'acarien du bulbe sec et l'acarien du blé, car les dommages causés par ces acariens se produisent rarement en Californie.

Nom commun Montant par acre REI ‡ PHI ‡
(Exemple de nom commercial) (les heures) (journées)
Précautions relatives aux pesticides Protéger l'eau Calculer les COV Protéger les abeilles
Tous les pesticides enregistrés ne sont pas répertoriés. Les pesticides suivants sont classés en premier, les pesticides ayant la plus grande valeur IPM - les plus efficaces et les moins nocifs pour les ennemis naturels, les abeilles mellifères et l'environnement sont en haut du tableau. Lors du choix d'un pesticide, tenez compte des informations relatives à la qualité de l'air et de l'eau, à la gestion de la résistance, aux propriétés du pesticide et au calendrier d'application. Lisez toujours l'étiquette du produit utilisé.
PRÉPLANT
UNE. METAM SODIUM * §
(Vapam HL) 37,5 à 75 gal Voir l'étiquette N / A
COMMENTAIRES: Les fumigants comme le métam-sodium sont une source de composés organiques volatils (COV), mais sont peu réactifs avec d'autres contaminants atmosphériques qui forment l'ozone.
L'intervalle d'entrée restreint (REI) est le nombre d'heures (sauf indication contraire) entre le traitement et le moment où la zone traitée peut être pénétrée en toute sécurité sans vêtements de protection. L'intervalle pré-récolte (PHI) est le nombre de jours entre le traitement et la récolte. Dans certains cas, le REI dépasse le PHI. Le plus long des deux intervalles est le temps minimum qui doit s'écouler avant la récolte.
* Permis requis du commissaire agricole du comté pour l'achat ou l'utilisation.
§ Ne dépassez pas les taux maximums autorisés en vertu du California Code of Regulations, Restricted Materials Use Requirements, qui peuvent être inférieurs aux taux maximum indiqués sur l'étiquette.
N / A N'est pas applicable

Directives de lutte antiparasitaire UC IPM: oignon et ail
Publication 3453 de l'UC ANR


Une étrange croissance rapportée sur Ash?


Les galles peuvent être causées par des insectes, des acariens, des bactéries, des champignons, des nématodes et des dommages mécaniques.

Par Tivon Feeley
Extension Forester
Université d'État de l'Iowa

L'extension forestière de l'Université d'État de l'Iowa (ISU) a reçu de nombreuses questions sur une croissance étrange et disgracieuse sur les frênes. Les propriétaires signalent des grappes vertes ou brunes suspendues aux arbres qui ressemblent à un cocklebur. Ces grappes sont causées par un acarien ériophyidé, et les dommages sont communément appelés galle des fleurs staminées du frêne.

Les galles sont des excroissances anormales ou des gonflements de tissus végétaux endommagés. Les galles peuvent être causées par des insectes, des acariens, des bactéries, des champignons, des nématodes et des dommages mécaniques. On les trouve généralement sur les feuilles, les brindilles, les branches et parfois le tronc principal d'un arbre. Cependant, dans ce cas, les dommages sont causés à la fleur du frêne. Les frênes sont dioïques, ce qui signifie simplement que l'arbre a toutes les fleurs mâles (staminées) ou toutes les fleurs femelles (pistillées). Dans ce cas, les acariens se nourrissent des minuscules fleurs mâles.

Les acariens sont trop petits pour être vus sans l'aide d'une loupe, mais les dégâts qu'ils ont causés ont été très visibles cette année en particulier sur le frêne blanc. Les acariens passent l'hiver sous les boutons floraux et commencent à se nourrir et à pondre dans les fleurs en développement au printemps. Le frêne, en réponse à l'alimentation des acariens, développe de nouveaux tissus végétaux malformés (galle) autour de l'acarien. Les galles fournissent à leur tour une certaine protection à l'acarien contre les intempéries, les prédateurs et les parasites.

Les galles des fleurs staminées du frêne restent sur l'arbre jusqu'à deux ans. Les galles sont vertes au début, puis deviennent brunes à noires au cours de la saison de croissance. La recherche a montré que cette galle particulière ne nuit pas à la santé ou au taux de croissance de l’arbre. Dans des conditions extrêmes, le poids des galles peut entraîner une tension des branches plus petites à cause du poids. Ce problème est rare et affecte généralement les jeunes frênes nouvellement plantés.

La prochaine question évidente est pourquoi nous voyons tant de dégâts cette année? Les hivers doux ont peut-être aidé la population d'acariens à augmenter au cours des dernières années, mais il y a plus dans cette histoire. De nombreux propriétaires ont choisi d'acheter et de ne planter que des frênes sans pépins, qui sont simplement des frênes mâles. La plantation des sélections sans pépins a aidé à créer plus de «maisons» pour les acariens. Après le fait, de nombreux propriétaires ont maintenant décidé qu'ils préféreraient les graines temporaires aux galles à plus long terme.

Les galles sont généralement un problème esthétique et le contrôle chimique n'est pas nécessaire et fonctionne rarement. Un hiver plus frais aidera peut-être à limiter les dégâts futurs, mais la meilleure réponse est de diversifier les espèces d'arbres plantées. Le frêne est l'un des arbres les plus plantés de l'Iowa et présente plusieurs problèmes de déclin. En outre, les dommages causés par un insecte appelé l'agrile du frêne au Michigan, dans l'Indiana et dans l'Ohio suscitent des inquiétudes.

La diversité est le meilleur moyen de limiter les dommages causés à toute espèce d'arbre. Utilisez d'autres espèces d'arbres telles que le caféier du Kentucky, l'Ostrya (bois de fer), le charme américain, le tilleul, le caryer, le mélèze, les érables, le micocoulier, les chênes, le gingko, le sycomore et peut-être même un peuplier mâle indigène (sans coton).

Contacts:
Tivon Feeley, Écologie et gestion des ressources naturelles, (515) 294-6739, [email protected]
Jean McGuire, Communications et marketing d'extension, (515) 294-7033, [email protected]

Il y a une photo haute résolution disponible pour une utilisation avec la colonne de cette semaine:
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Acarien poirier-ériophyidé

Acarien de la rouille du poirier (Epitrimerus pyri)

Acarien des vésicules perlé (Eriophyes pyri)

Description des ravageurs et dommages aux cultures Les adultes d'acariens ériophyidés ne peuvent être vus sans grossissement. Les acariens de la vésicule perlée sont de couleur claire, cylindriques, effilés à l'extrémité postérieure, avec deux paires de pattes courtes à l'avant du corps. L'aspect général est celui d'un petit ver. Les nymphes ont l'apparence générale de l'adulte, mais sont encore plus petites. Les acariens de la rouille adultes sont en forme de coin et brun jaunâtre avec deux paires de pattes près de l'avant du corps.

L'acarien des vésicules perlé se nourrissant sur les feuilles provoque des cloques rougeâtres à vert jaunâtre qui deviennent brunes ou noires à mesure que le tissu meurt plus tard dans la saison. Les feuilles peuvent tomber prématurément. La perte de feuillage affaiblit les arbres, réduit la croissance des pousses et interfère avec la maturation des fruits et la formation des bourgeons à fruits. Se nourrir de fruits provoque des taches irrégulières et roussies. Feeding by pear rust mites on foliage causes bronzing of the leaves, while feeding on the fruit causes russeting, especially around the calyx end but can extend over most of the fruit. Non-russeted cultivars like 'Anjou' and 'Bartlett' are particularly susceptible.

Biology and life history Eriophyid mites overwinter as mature females under outer bud scales. As buds swell in the spring, the mites begin to disperse and will infest developing leaves and fruitlets. Several generations per year may develop, eventually the mites will move to growing terminals. Fruit damage by blister mites is caused by feeding injury to buds before bloom-mites do not reside in the blisters on fruit. Eriophyid mites move from tree to tree, perhaps by wind or carried on birds or insects.

Pest monitoring Scouting for pearleaf blister mite is not effective during the current season, as by the time blisters are noticed the damage is done. Plan on taking action the following fall or spring if damage is noted. If pear rust mites are observed at any time then control may be warranted to limit any further fruit russeting.

Management-chemical control: HOME USE

  • lime sulfur-Applications in the fall can significantly reduce populations of both these mites the following year. Application in the spring before bud swell can also be effective. Some formulations are OMRI-listed for organic use.
  • superior oil-Apply as buds begin to swell. Some formulations are OMRI-listed for organic use.

  • carbaryl-Highly toxic to bees.
  • pyrethrins-Some formulations are OMRI-listed for organic use. Highly toxic to bees.

Management-chemical control: COMMERCIAL USE

  • calcium polysulfide (Sulforix) at 2.5 gal/a + horticultural mineral oil at 1.5 to 2 gal/100 gal water. REI 48 hr. Do not apply after delayed dormant. This product is not currently registered for use in Idaho.
  • lime sulfur at 11 gal/a or at 5 to 7 gal/a + horticultural mineral oil at labeled rates. REI 48 hr. Do not apply after delayed dormant. Some formulations are OMRI-listed for organic use.
  • micronized sulfur at 10 to 20 lb/a. Apply with oil at labeled rates. REI 24 hr. If used after delayed dormant micronized sulfur may injure some varieties. Some formulations are OMRI-listed for organic use.

Growing-season spray for control of pear rust mite

  • abamectin (Agri-Mek SC) at 2.25 to 4.25 oz/a. PHI 28 days. REI 12 hr. Use with an adjuvant see label.
  • carbaryl (Sevin SL) at 1.5 to 3 quarts/a. PHI 3 days. REI 12 hr. Application to pears


Considerations

Rust mite feeding is rarely serious and generally doesn’t cause long-term or severe damage to cypress. Missouri Botanical Garden suggests leaving the mites alone because treatments with pesticides can cause more harm than good by killing off natural predators.

Marylee Gowans has written about gardening for both online and print publications. She attended the University of Akron, graduating with a Master of Fine Arts in creative writing. In 2009, she received master gardener certification from the Master Gardeners of Summit County, Ohio.


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